Nobelpreis 2020. Was man zur Gen-Schere CRISPR/Cas wissen sollte

CRISPR/Cas9 – dieses merkwürdige Kürzel steht für ein grundsätzlich neues Verfahren, um einzelne DNA-Bausteine im Erbgut gezielt verändern zu können, so einfach und präzise wie es bis dahin unvorstellbar war. Obwohl sie aus Bakterien stammt, funktioniert die „Gen-Schere“ in nahezu allen lebenden Zellen und Organismen: Sie verspricht neue Möglichkeiten gegen Aids, Krebs und eine Reihe von Erbkrankheiten – aber auch bei der Züchtung von Pflanzen und Tieren. Emmanuelle Charpentier und Jennifer Doudna, zwei Molekularbiologinnen, erhielten 2020 dafür den Chemie-Nobelpreis. Doch Europa tat sich jahrelang schwer, die sich damit eröffnenden Chancen zu nutzen.

CRISPR/Cas9 (eine Erläuterung des komplizierten Namens gibt es hier) ist eine neue, molekularbiologische Methode, um den DNA-Strang des Erbguts an einer vorbestimmten Stelle gezielt zu schneiden und ihn anschließend genau dort zu verändern. Auf diese Weise können einzelne Gene – genauer: DNA-Bausteine (Nukeotide, auch: Basen) – ausgeschnitten, umgeschrieben oder „editiert“ werden. Gegenüber ähnlichen, aber deutlich komplizierteren Genome Editing-Verfahren wie Zinkfinger-Nukleasen oder TALEN hat sich CRISPR/Cas – anschaulich auch: Gen-Schere – als Standardverfahren für präzise, punktuelle DNA-Modifikationen durchgesetzt. In der Europäischen Union werden sie den Neuen genomischen Techniken (NGT) zugerechnet.

Eigentlich stammt das CRISPR/Cas-System aus Bakterien. Diesen dient es als eine Art Immunsystem, mit dem sie „feindliche“ Viren anhand zuvor ausgeschnittener, dann gespeicherter DNA-Fragmente erkennen und abwehren können. Erst nach mehreren, eher zufälligen Entdeckungen und jahrelanger Grundlagenforschung wuchs allmählich das Verständnis, wie dieser komplexe Mechanismus funktioniert und was er bewirkt. 2012 hatten zwei Wissenschaftlerinnen – die späteren Nobelpreis-Trägerinnen Jennifer Doudna und Emmanuelle Charpentier – die geniale Idee, diesen speziellen CRISPR-Mechanismus als universales molekularbiologisches Werkzeug zu nutzen. Überraschenderweise funktioniert es nicht nur bei Bakterien, sondern bei allen lebenden Zellen – in menschlichen, aber auch in denen von Tieren und Pflanzen.

Ob in der Pflanzenzüchtung oder in der Medizin – im Kern laufen CRISPR/Cas und ähnlich auch andere Genome Editing-Verfahren in drei Schritten ab (siehe Kasten).

• Suchen. Zunächst muss im riesigen Genom – das oft aus Milliarden Basenpaaren besteht – genau die Stelle gefunden und angesteuert werden, bei der einzelne DNA-Bausteine verändert werden sollen. Dazu konstruiert man eine molekulare „Sonde“. Beim CRISPR-Verfahren besteht sie aus einem kurzen RNA-Strang (auch Guide RNA genannt), der genau der DNA-Sequenz am Zielort entspricht.
• Schneiden. Wenn die Sonde ihr Ziel „gefunden“ hat, dockt sie dort an, um den DNA-Doppelstrang exakt an dieser Stelle mit einer molekularen „Schere“ zu durchschneiden – bei CRISPR ist es das Cas9-Protein, das an die RNA-Sonde gekoppelt ist.
• Reparieren. Anschließend treten die zelleigenen Reparatursysteme in Aktion: Sie flicken den durchtrennten DNA-Strang wieder zusammen, allerdings meist mit kleinen „Fehlern“, etwa einer zufällig veränderten Reihenfolge der DNA-Bausteine. Die Folge: Das betreffende Gen kann nicht mehr richtig abgelesen werden, das darin codierte Genprodukt – ein bestimmtes Protein wird nicht mehr gebildet. Möglich ist auch, nach dem Schnitt im Zuge der Reparatur der Bruchstelle einzelne DNA-Bausteine auszutauschen oder auch kurze Sequenzen neu in den DNA-Strang einzubauen.

Der grundlegende Mechanismus – das Herbeiführen eines Doppelstrangbruchs, das erneute Zusammenfügen des Strangs mit punktuellen Änderungen von DNA-Bausteinen – ist derselbe wie bei jeder zufälligen natürlichen Mutation. Auch die Mutationszüchtung, wie sie seit langem bei Pflanzen genutzt wird, basiert auf genau diesen Vorgängen. Nur sind es da Bestrahlung oder Chemikalien, die solche Brüche herbeiführen – allerdings völlig unkontrolliert und in großer Zahl. Der Unterschied: Mit der Gen-Schere CRISPR geschieht es präzise nur an der jeweils vorbestimmten Zielstelle im Genom – genau an der, die für zu verändernde Eigenschaft verantwortlich ist. Diese Verfahren werden daher auch als gezielte Mutagenese bezeichnet.

Alte und neue Gentechnik – alles gleich gefährlich?

Als vor mehr als zehn Jahren CRISPR und ähnliche Verfahren allmählich in der Öffentlichkeit wahrgenommen wurden, begann eine lange, erbitterte Debatte, wie damit gezüchtete Pflanzen zu bewerten und rechtlich einzustufen seien. Handelt es sich bei ihnen um gentechnisch veränderte Organismen (GVO), die in der EU bis zu Anbauverboten weiterhin streng reguliert werden sollten?

• Ja, forderten Umweltaktivisten, Natur- und Verbraucherschutz, Öko-Landwirtschaft und weite Teile von Grünen und SPD. Akteure, die seit den 1990er Jahren die klassische Gentechnik bei Pflanzen grundsätzlich abgelehnt hatten, wollten auch die neuen Verfahren blockieren. Denn es bestehe kein prinzipieller Unterschied zwischen alter und neuer Gentechnik. Die alten pauschalen Einwände gegen „die“ Gentechnik übertrugen sie unverändert auf CRISPR- und andere NGT-Pflanzen: Mit ihnen seien „große Risiken für Mensch, Tier und Umwelt verbunden“. Das Vorsorgeprinzip gebiete es, „Maßnahmen zum Schutz von Umwelt und menschlicher Gesundheit zu ergreifen“.
• Nein, meinten die meisten aus der aktiven Pflanzenforschung und alle großen Fach- und Wissenschaftsorganisationen. Sie sahen solche Pflanzen nicht als etwas grundsätzlich Neues oder potenziell Gefährliches an – ganz besonders nicht, wenn editierte Pflanzen auch durch konventionelle Züchtung oder zufällige natürliche Mutationen hätten entstehen können und kein „artfremdes“ Genmaterial eingeführt worden war. Vielmehr eröffneten sich Chancen für eine nachhaltigere Landwirtschaft, besonders bei der Züchtung von Pflanzen, die besser mit den Auswirkungen des Klimawandels zurecht kamen. Oder sich gegen Schädlinge und Krankheitserreger wehren konnten und so weniger chemische Pflanzenschutzmittel benötigten.

Chancen gegen Risiken, Abbau von regulatorischen Hürden gegen hohe Auflagen und defacto-Verbote – in der politisch-gesellschaftlichen Auseinandersetzung blieben die Standpunkte unversöhnlich.

Gezielt oder zufällig – wie Pflanzenzüchtung Gene verändert

Jede Züchtung basiert darauf, Gene zu verändern oder neu zu kombinieren, aber nur bei den neuen Verfahren der Gen-Editierung sind diese Veränderungen im Einzelnen bekannt – damit unterscheiden die sich grundlegend von der herkömmlichen Züchtung, aber auch von der Gentechnik.

Bei der klassischen Gentechnik ist es vom Zufall abhängig, an welcher Stelle im Genom einer Pflanze das neue, zusätzliche Gen integriert wird – und in wieviel Kopien. Zudem werden aus technischen Gründen noch weitere Elemente, etwa Start- und Stoppsignale oder Regulatoren (Genkonstrukt) benötigt, die zusammen mit dem Gen übertragen werden müssen. Daraus leiten Kritiker ein grundsätzliches Risiko der Gentechnik ab: Der ungezielte Einbau des „fremden“ Gens an irgendeiner, im einzelnen unbekannten Stelle im Genom kann andere Gen-Funktionen beeinträchtigen und möglicherweise so die Eigenschaften einer Pflanze nachteilig verändern.

Solche „unbeabsichtigten Nebenwirkungen“ sind ein wesentlicher Grund dafür, dass für gentechnisch veränderte (gv-) Pflanzen in fast allen Ländern der Welt Zulassungsverfahren vorgeschrieben sind. Die Hersteller müssen die Sicherheit ihrer Produkte nachweisen, bevor sie auf den Markt kommen. Bisher hat dieses seit mehr als 30 Jahren praktizierte Konzept gut funktioniert. Die Zulassungsverfahren für gv-Pflanzen sind jedoch so zeit- und kostenintensiv, dass sie nur noch von großen internationalen Konzernen zu bewältigen sind. (Inzwischen sind in einigen Ländern die Verfahren für gv-Pflanzen mit neuen Merkmalen, die sich als sicher erwiesen haben, vereinfacht.)

Ein „Risiko“ zufälliger oder unbeabsichtigter Veränderungen wie bei der Gentechnik gibt es bei editierten Pflanzen kaum. Zwar ist es durchaus möglich, dass das CRISPR/Cas-System den DNA-Strang ungewollt an einer falschen Stelle schneidet. Doch solche off Target-Effekte sind eigentlich nichts anderes als eine weitere zufällige Mutation, wie sie bei jeder natürlicher Vermehrung und Fortpflanzung in großer Zahl stattfindet. Je nach Umweltbedingungen kommt auf je 150 Millionen Basenpaare (DNA-Bausteine) eine Mutation. Das bedeutet: Eine Kartoffelpflanze unterscheidet sich von der nächsten durch sechs Mutationen, bei Weizen mit seinem ungewöhnlich großen Genom sind es sogar 100 Mutationen.

Bei der Mutationszüchtung (Mutagenese), seit Jahrzehnten praktiziert und selbst im Öko-Landbau akzeptiert, wird die Mutationsrate durch Chemikalien oder Strahlung um das 1000fache erhöht. Das ergibt etwa 100.000 zusätzliche Mutationen bei Weizen, 4000 bei Reis – alle zufällig und im einzelnen unbekannt. Eine besondere Sicherheitsbewertung für Pflanzen aus Mutationszüchtung gibt es in keinem Land auf der Welt.

Dennoch will man off-Target-Effekte – unbeabsichtigte Mutationen – bei CRISPR-Anwendungen möglichst vermeiden. Inzwischen wurden die molekularen Werkzeuge – CRISPR-Sonden und vor allem verschiedene Varianten der Schneidewerkzeuge (Nukleasen) – weiterentwickelt und ihre Zielgenauigkeit noch einmal deutlich verbessert. Und: Je länger eine RNA-Sonde (Guide RNA) angelegt ist, mit der die jeweilige Zielregion im Genom aufgespürt wird, um so unwahrscheinlicher ist es, dass genau diese Sequenz zufällig noch einmal im Genom vorhanden ist. Nur wenn die Sonden-RNA mit Abschnitten im Genom genau übereinstimmt, kann es dort zu Fehlschnitten kommen.

Die Gen-Schere CRISPR und andere NGT-Verfahren verringern die Komplikationen, die aus den Zufälligkeiten der Züchtung erwachsen. Das bedeutet Zeit- und Kostenersparnis, aber auch mehr Sicherheit und Kontrolle durch mehr Präzision.

Zielgerichtete Mutagenese – am Ende Pflanzen „ohne Gentechnik“

Die für das Editieren erforderlichen CRISPR-Werkzeuge – Guide-RNA und Cas-Schneideproteine in Form synthetisch hergestellter DNA – werden in eine Pflanzenzelle eingeführt, oft mit bekannten gentechnischen Verfahren, etwa mit Agrobakterien. Der Zweck dieser Werkzeuge ist es, an einer vorbestimmten Stelle im Genom eine Mutation auszulösen. Diese wird unverändert an alle Nachkommen weitervererbt, auch im Saatgut, das aus einer editierten Pflanzen vermehrt wurde.

Dagegen soll der eingeführte DNA-Abschnitt für die CRISPR-Werkzeuge in der später genutzten Pflanze nicht mehr vorhanden sein. Er muss daher entfernt oder sollte erst gar nicht integriert werden. Nach den Erbregeln ist diese CRISPR-DNA nach einer Kreuzung mit einer unveränderten Pflanze in der nächsten Generation nur in einem Viertel der Nachkommen vorhanden. Diese Pflanzen sind erfolgreich editiert, enthalten aber keine von außen eingeführte Gene. Sie sind eindeutig überprüfbar „transgen-frei“. Nur mit diesen Pflanzen wird weitergearbeitet, etwa um damit eine neue Sorte zu züchten und zu vermehren.

Im Saatgut ist das neue, editierte Merkmal vorhanden – zum Beispiel eine Resistenz gegen Pilzkrankheiten – und wird bei jeder weiteren Vermehrung weitergegeben. DNA-Spuren, die eindeutige Rückschlüsse auf das genutzte Verfahren zulassen, gibt es nicht. Daher ist ein analytischer Nachweis, ob das Merkmal aus herkömmlicher Züchtung stammt, oder mit der Gen-Schere hineineditiert wurde, nicht möglich. (Mehr dazu im transGEN-Video CRISPR bei Pflanzen: Zum Beispiel Weizen)

Inzwischen ist es jedoch gar nicht mehr notwendig, das für die CRISPR-Operation erforderliche Genkonstrukt gentechnisch einzuführen. Neue DNA-freie Verfahren schaffen es, die für ein neues Merkmal verantwortlichen Mutation direkt zu editieren. Künftig könnten RNA-Sonde und Schneideprotein auch mit Nanopartikeln in die Pflanzenzelle transportiert werden – ganz ohne Gentechnik. Zudem hat sich die CRISPR-Technik zu einem Spektrum differenzierter Editier-Verfahren weiterentwickelt. Mit Prime Editing wird die Bruchstelle im DNA-Doppelstrang effizienter repariert, mit Base Editing können einzelne DNA-Bausteine (Basen) ausgetauscht werden, ohne dass dafür der DNA-Strang durchtrennt werden muss.